一、从原代组织中分离细胞 将组织块分离（散）成细胞悬液的方法有多种，最常用的是机械解离细胞法、酶学解离细胞法以及螯合剂解离细胞法。
从原代组织中获得单细胞悬液的一般方法是酶解聚。细胞暴露在酶中的时间要尽可能的短，以保持最大的活性。下列步骤可以解聚整个组织，获得较高产量的有活性细胞。
1、胰蛋白酶 (Trypsin)
在去除不需要的组织后，使用无菌的解剖刀和剪子把剩余的组织切成3~4mm小片，通过悬浮在无钙镁的平衡盐溶液中清洗组织碎片。让组织碎片沉淀，去除上清液。重复清洗2到3次。
将盛有组织碎片的容器置于冰上，去除残留的上清液。加入0.25％溶解在无钙镁的平衡盐溶液中的胰蛋白酶（100mg组织加入1ml 胰蛋白酶）。
在4℃孵育6到18小时，使几乎没有胰蛋白酶活性的酶尽可能渗透进去。
移弃组织碎片中的胰蛋白酶，在37℃孵育包含残留胰蛋白酶的组织碎片20到30分钟。
在组织碎片加入热的完全培养基，用移液管轻轻地分散组织。如果使用无血清培养基，要加入大豆胰蛋白酶抑制剂。
通过无菌不锈钢丝网（100～200mm）过滤，分散所有剩余组织。计数和接种细胞，进行培养。
2、胶原酶 (Collagenase)
用无菌解剖刀和剪子把剩余组织切成3~4mm小片，用Hanks'平衡液（HBSS）清洗组织碎片几次。
加入胶原酶（50～200单位/ml，溶解在HBSS中）。
在37℃孵育4到18小时。加入3mM CaCl2增加解离效率。
通过无菌不锈钢丝网或尼龙网过滤细胞悬液，以分离分散细胞、组织碎片和较大的碎片。如果需要进一步的解聚，在碎片中加入新鲜的胶原酶。
通过离心在HBSS中清洗悬液几次。
再一次在培养基中悬浮细胞，计数和接种细胞，进行培养。
3、Dispase
用无菌解剖刀和剪子把剩余组织切成3~4mm小片，用不含钙镁的平衡盐溶液清洗组织碎片几次。加入Dispase（0.6～2.4单位/ml 溶解在无钙镁的平衡盐溶液）在37℃孵育20分钟到几个小时。
通过无菌不锈钢丝网或尼龙网过滤细胞悬液，以分离分散细胞、组织碎片和较大的碎片。如果需要进一步的解聚，在碎片中加入新鲜的Dispase。通过离心在平衡盐溶液中清洗悬液几次。再一次在培养基中悬浮细胞，计数和接种细胞，进行培养。
二、从原培养容器中分离细胞:以下是从基层迅速分离细胞，且保持细胞完整性的一般步骤。这一步骤并不意味着对于所有细胞系的广泛应用，每一种系统最佳条件和施用浓度应该根据经验加以确定。再次培养时检测细胞的活性。细胞的活率应该超过90％对于无血清培养基，降低胰蛋白酶使用量。
1、移弃使用过的细胞培养基。
2、使用不包含有钙镁的平衡盐溶液或EDTA(ethylene diamine tetraacetic acid，乙二胺四乙酸.)清洗细胞（看表确定正确的清洗溶液）。在培养瓶对着细胞的一面加入清洗溶液，通过转动培养瓶1到2分钟清洗细胞层，然后去除清洗液。
3、以2～3ml/25cm2的量，加选择的分离液(见表)到培养瓶对着细胞的一面。确保分离液覆盖细胞层。在37℃孵育培养瓶，轻轻摇动培养瓶。通常，在5到15分钟内，细胞就会脱落。细胞分离需要的时间因细胞系不同而有所变化。仔细监测细胞分离过程，避免细胞受损伤。对难于从培养瓶基层分离的细胞系，可以轻轻敲打，以加速分离过程。
4、当细胞完全分离时，垂直放置培养瓶，让细胞流到培养瓶的底部。在培养瓶中加入完全培养基，通过移液管在单层细胞表面反复吹打来分散细胞。计数并再次培养细胞。
5、对于无血清培养基，加入大豆胰蛋白酶抑制剂。通常使用1∶1（v∶v）0.25mg/ml胰蛋白酶抑制剂到胰蛋白酶中将抑制胰蛋白酶活性。
第三节 细胞的冻存与复苏为了防止因污染或技术原因使长期培养功亏一篑，考虑到培养细胞因传代而迟早会出现变异，有时因寄赠、交换和购买，培养细胞从一个实验室转运到另一个实验室，最佳的策略是进行低温保存。这对于维持一些特殊细胞株的遗传特性极为重要。现简要介绍深低温保存法(－70℃~－196℃)的特点。细胞深低温保存的基本原理是：在－70℃以下时，细胞内的酶活性均己停止，即代谢处于完全停止状态，故可以长期保存。细胞低温保存的关键，在于通过0~20℃阶段的处理过程。在此温度范围内，水晶呈针状，极易招致细胞的严重损伤。
一、细胞的冻存：为避免污染造成的损失，最小化连续细胞系的遗传改变和避免有限细胞系的老化和转化，需要冻存哺乳细胞。冻存细胞前，细胞应该特性化并检查是否污染。
有几种普通培养基用来冻存细胞。对于包含有血清的培养基，成分可能如下：
包含10％甘油的完全培养基，
包含10％二甲基亚砜（DMSO）的完全培养基，
50％ 细胞条件培养基和50％含有10％甘油的新鲜培养基，或
50％ 细胞条件培养基和50％含有10％二甲基亚砜的新鲜培养基。
对于无血清培养基，一些普通的培养基成分可能是：
50％ 细胞条件无血清培养基和50％包含有7.5％二甲基亚砜的新鲜的无血清培养基，或
包含有7.5％二甲基亚砜和10％细胞培养级BSA的新鲜无血清培养基。
1、悬浮细胞
计数将要冻存的活细胞。细胞应该处于对数生长期。以大约200～400g离心5分钟沉淀细胞，使用移液管移去上清到最小体积，不要搅乱细胞。
以1×107到5×107细胞/ml密度，在包含有血清的冷冻培养基中再次悬浮细胞，或者以0.5×107到1×1027在无血清培养基中，再次悬浮细胞。
分装进冻存管，将冻存管置于湿冰上或放入4℃冰箱中，5分钟内开始冷冻步骤。
细胞以1℃/分钟进行冷冻，可以通过可编程序的冷冻器进行或者把隔离盒中的冻存管放到-70℃到-90℃的冰箱中，然后转移到液氮中贮存。
2、贴壁细胞
使用分离试剂从基层分离细胞，分离时尽可能温和，使对细胞的损伤减少到最小。
在完全生长培养基中，再次悬浮分离细胞，确定有活力细胞数。
以大约200g离心5分钟沉淀细胞。使用移液管移去上清到最小体积，不要搅乱细胞。
以5×106到1×106细胞/ml密度，在冻存液中悬浮细胞。
分装进冻存管，将冻存管置于湿的冰上或放入4℃冰箱中，5分钟内开始冷冻步骤。
细胞以1℃/分钟进行冷冻，可以通过可编程序的冷冻器进行或者把隔离盒中的冻存管放到-70℃到-90℃的冰箱中，然后转移到液氮中贮存。
二、冻存细胞的复苏:冻存细胞较脆弱，要轻柔操作。冻存细胞要快速融化，并直接加入完全生长培养基中。若细胞对冻存剂（DMSO或甘油）敏感，离心去除冻存培养基，然后加入完全生长培养基中。
1、直接铺板方法
取出贮存细胞，37℃水浴中快速融化。
直接用完全生长培养基铺板细胞。1ml冻存细胞使用10~20ml完全生长培养基。进行活细胞计数，细胞接种应该至少在3×105活细胞/ml。培养细胞12到24小时，更换新鲜的完全生长培养基，去除冻存剂。
2、离心方法
取出贮存细胞，37℃水浴中快速融化。
把1到2ml冻存细胞加入到大约25ml完全生长培养基，轻轻混匀。
以大约80x g离心2到3分钟。
弃去上清。
在完全生长培养基轻轻再次悬浮细胞，并且进行活细胞计数。
细胞铺板，细胞接种应该至少为3×105活细胞/ml。
三、细胞的分化、衰老与死亡
1、细胞的分化:一个成年人全身细胞总数约1012个，可以区分为200多种不同类型的细胞：形态结构，代谢，行为，功能等各不相同。追根溯源，这么多种细胞均来自一个受精卵细胞。所以，通常把发育过程中，细胞后代在形态、结构和功能上发生差异的过程称为细胞分化。细胞分化发生在胚胎阶段，也发生在胎儿出生以后，乃至成人阶段。例如，人体血细胞的产生和分化，这个过程在人的一生中一直持续着。
由旺盛生长不断分裂的细胞，转入分化，通常从细胞周期中G1期开始时一个确定的点G0点“逃逸”出细胞周期。旺盛生长分裂的细胞和各种分化了的细胞，它们的基因表达和代谢活动各不相同。
2、细胞的衰老:体外细胞培养实验证明：
成纤维细胞：来自胎儿传代50次后衰老死亡,来自成人传代20次后衰老死亡(与具体年龄有关);来自小鼠传代14--28次后衰老死亡,来自乌龟传代90--125次后衰老死亡。
细胞衰老过程中会发生一系列的变化，包括：蛋白质合成速度降低，已有蛋白质结构变化，特异蛋白质成份出现；同时，细胞核，线粒体，膜系统、骨架系统等都有结构、功能的改变。
细胞衰老原因，尚无定论，出现过好几种理论与假说，其中得到较广泛认可的是“自由基损伤假说”。
3、细胞凋亡:细胞的死亡是个体存活的正常现象，常见的细胞死亡形式有3种：坏死、凋亡和细胞毒性。多细胞生物的生命活动中，因为环境因素的突然变化或病原物的入侵，导致一部分细胞死去，称为细胞的病理死亡，或细胞坏死。坏死是细胞暴露于严重的物理或化学刺激时导致的细胞死亡；细胞毒性是由细胞或者化学物质引起的单纯的细胞杀伤事件，不依赖于其它两种细胞死亡机理，如杀伤T细胞的细胞毒性作用。
还有一种情况，一部分细胞的死亡是生物个体正常生命活动（代谢、生长、发育、分化）的一个必要部分；似乎带有“牺牲局部，保全整体”的意味。这种情况下的细胞死亡，明显地受遗传控制，称为细胞凋亡。 凋亡（Apoptosis）则是程序性的、正常的细胞死亡，是机体清除无用的或者不想要的细胞的手段。它与细胞坏死是两个截然不同的过程，无论从形态学、生物学还是生化的特征来说，都有明显的区别。细胞凋亡现象普遍存在于生物界。细胞凋亡与细胞增殖、分化和衰老起着互补与平衡的作用，在多细胞动物的发育、形态建成与维持中扮演至关重要的角色。作为细胞的一种基本生命现象，凋亡失控的结果将是可怕的：凋亡不足时，易发生癌变、病毒性疾病和自身免疫疾病；而凋亡过量则可能产生获得性免疫缺陷综合征（HIV）、重症肝炎与退行性神经疾病，如老年性痴呆症（Alzheimer's disease）、帕金森氏症（Parkinson's disease）。因此研究细胞凋亡及其机理具有重要的理论和实践意义。
细胞凋亡与坏死的区别
坏死 ：
形态学特征-膜完整性丧失，胞浆和线粒体膨胀，全细胞裂解。
生化特征-离子内环境失调：非能量依赖性的（被动过程，在4°C也可以发生），随机消化DNA（电泳显示为DNA弥散状态），Postlytic DNA断裂。
生理学特征-影响群组细胞：由非生理学因素引起（如补体攻击、代谢中毒、缺氧等），被巨噬细胞吞噬，周围有明显的炎症反应。
凋亡 ：
形态学特征-胞膜出芽，但保持完整，染色体聚集在核膜周边，胞浆收缩、细胞核凝集，最后细胞分裂为凋亡小体，Bcl-2家族蛋白导致线粒体膜通透性增加。
生化特征--ATP依赖性的（主动过程，在4°C不能发生），以核小体为单位剪切DNA（电泳显示为DNA ladder），Prelytic DNA 断裂,线粒体释放多种因子至胞浆中（细胞色素c、AIF），Caspases级联活化，膜对称性改变（PS外翻）
生理学特征--只影响单个细胞，由生理学刺激诱导（如生长因子缺乏、激素环境改变等），被临近细胞和巨噬细胞吞噬，无炎症反应。
第四节 细胞计数及活力测定一、原理 培养的细胞在一般条件下要求有一定的密度才能生长良好，所以要进行细胞计数。计数结果以每毫升细胞数表示。细胞计数的原理和方法与血细胞计数相同。
在细胞群体中总有一些因各种原因而死亡的细胞，总细胞中活细胞所占的百分比叫做细胞活力，由组织中分离细胞一般也要检查活力，以了解分离的过程对细胞是否有损伤作用。复苏后的细胞也要检查活力，了解冻存和复苏的效果。
用台盼兰染细胞，死细胞着色，活细胞不着色，从而可以区分死细胞与活细胞。利用细胞内某些酶与特定的试剂发生显色反应，也可测定细胞相对数和相对活力。
二、仪器、用品与试剂
1、仪器与用品：普通显微镜、血球计数板、试管、吸管、酶标仪（或分光光度计）
2、试剂：0.4％台盼兰，0.5％四甲基偶氮唑盐（MTT）、酸化异丙醇
3、材料：细胞悬液
三、操作步骤
（一）细胞计数
1、将血球计数板及盖片用擦试干净，并将盖片盖在计数板上。
2、将细胞悬液吸出少许，滴加在盖片边缘，使悬液充满盖片和计数板之间。
3、静置3分钟。
4、镜下观察，计算计数板四大格细胞总数，压线细胞只计左侧和上方的。然后按下式计算：
细胞数/ml＝4大格细胞总数/ 4×10000
注意：镜下偶见由两个以上细胞组成的细胞团，应按单个细胞计算，若细胞团占10%以上，说明分散不好，需重新制备细胞悬液。
（二）细胞活力
1、将细胞悬液以0.5ml加入试管中。
2、加入0.5ml 0.4%台盼兰染液，染色2一3分钟。
3、吸取少许悬液涂于载玻片上，加上盖片。
4、镜下取几个任意视野分别计死细胞和活细胞数，计细胞活力。
死细胞能被台盼兰染上色，镜下可见深兰色的细胞，活细胞不被染色，镜下呈无色透明状。
活力测定可以和细胞计数合起来进行，但要考虑到染液对原细胞悬液的加倍稀释作用。
（三）MTT法测细胞相对数和相对活力
活细胞中的琥珀酸脱氢酶可使MTT分解产生兰色结晶状甲赞颗粒积于细胞内和细胞周围。其量与细胞数呈正比，也与细胞活力呈正比。
l、细胞悬液以1000rpm离心10分钟，弃上清液。
2、沉淀加入0.5－1ml MTT，吹打成悬液。
3、37℃下保温2小时。
4、加入4—5 ml酸化异丙醇（定容）。打匀。
5、1000 rpm离心，取上清液酶标仪或分光光度计570nm比色，酸化异丙醇调零点。
注意：MTT法只能测定细胞相对数和相对活力，不能测定细胞绝对数。
第五节 细胞的分裂指数一、原理：体外培养细胞生长、分裂繁殖的能力，可用分裂指数来表示。它与生长曲线有一定的联系，如随着分裂指数的不断提高，细胞也就进入了指数生长期。分裂指数指细胞群体中分裂细胞所占的百分比，它是测定细胞周期的一个重要指标，也是不同实验研究选择细胞的重要依据。
二、仪器、用品与试剂
1、仪器与用品：CO2培养箱、普通显微镜、细胞培养血、盖玻片、吸管
2、试剂：培养液、胰酶、甲醇、冰醋酸、Giemsa染液
三、操作步骤
1、消化细胞，将细胞悬液接至内含盖玻片的培养皿中。
2、CO2培养箱中培养48小时，使细胞长在盖片上。
3、取出盖片，按下列顺序操作：
PBS漂洗3分钟→甲醇：冰醋酸=3：1固定液中固定30分钟→Giemsa液染色10分钟→自来水冲洗。
4、盖片晾干后反扣在载玻片上，镜检。
5、计算:
分裂指数=分裂细胞数/总细胞数×100%
四、注意事项;操作时动作要轻，以免使盖片上的细胞脱落。
第六节 细胞周期的测定一、原理:细胞周期指细胞一个世代所经历的时间。从一次细胞分裂结束到下一次分裂结束为一个周期。细胞周期反应了细胞增殖速度。
单个细胞的周期测定可采用缩时摄影的方法，但它不能代表细胞群体的周期，故现多采用其他方法测群体周期。测定细胞周期的方法很多，有同位素标记法、细胞计数法等，这里介绍一种利用BrdU渗入测定细胞周期的方法。
BrdU（5-溴脱氧尿嘧啶核苷）加入培养基后，可做为细胞DNA复制的原料，经过两个细胞周期后，细胞中两条单链均含BrdU的DNA将占l/2，反映在染色体上应表现为一条单体浅染。如经历了三个周期，则染色体中约一半为两条单体均浅染，另一半为一深一浅。细胞如果仅经历了一个周期，则两条单体均深染。计分裂相中各期比例，就可算出细胞周期的值。
二、仪器、用品与试剂
1、仪器、用品：同常规细胞培养
2、试剂：BrdU（1.0mg/ml），甲醇、冰醋酸，Giemsa染液，秋水仙素，2×SSC液
三、操作步骤
1、细胞生长至指数期时，向培养液中加入BrdU，使最终浓度为10μg/ml。
2、44小时加秋水仙素，使每ml中含0.1μg。
3、48小时后常规消化细胞至离心管中，注意培养上清的漂浮细胞也要收集到离心管中。
4、常规染色体制片（见第三部分：染色体技术）。
5、染色体玻片置56℃水浴锅盖上，铺上2×SSC 液，距紫外灯管6cm处紫外照射30分钟。
6、弃去2×SSC液，流水冲洗。
7、Giemsa液染色10分钟，流水冲洗，晾干。
8、镜检100个分裂相，计第一、二、三、四细胞期分裂指数。
9、计算：
细胞周期（Tc）=48/{（M1+2M2+3M3+4M4）/100}（小时）